Индукция и механизмы противоопухолевой активности макрофагов человека при сочетанной активации NOD- и Toll-подобных рецепторов

• Есипова Дарья Дмитриевна
• Муругин Владимир Владимирович
• Полеткина Анастасия Андреевна
• Пащенков Михаил Владимирович
• Муругина Нина Евгеньевна

Резюме

Введение. Лечение злокачественных опухолей - одна из наиболее актуальных задач современной медицины. Перепрограммирование опухоль-ассоциированных макрофагов в противоопухолевые клетки-эффекторы - перспективное направление в иммунотерапии онкологических заболеваний. Сильными индукторами противоопухолевой активности макрофагов являются сигналы от паттерн-распознающих рецепторов (ПРР) врожденного иммунитета. Ранее мы показали, что сочетание агонистов NOD1 и TLR4 эффективно индуцирует активность макрофагов против клеток эритромиелоидного лейкоза K562 [1].

Цель настоящей работы - изучение активности макрофагов человека, стимулированных агонистом рецептора NOD1 в сочетании с агонистами TLR4 и TLR7/8, против клеток диссеминированных и солидных опухолей, а также анализ механизмов противоопухолевой активности макрофагов.

Материал и методы. В качестве мишеней для макрофагов использовали клетки эритромиелоидной линии К562, клетки человеческой эпителиоидной карциномы шейки матки линии HeLa и клетки человеческой колоректальной карциномы линии HT29, несущие ген зеленого флуоресцентного белка (GFP). Клетки опухоли инкубировали совместно с макрофагами в присутствии агонистов NOD1, TLR4, TLR7/8 раздельно и в сочетании. В качестве контроля выступали опухолевые клетки без макрофагов. Для анализа антипролиферативных свойств макрофагов проводили анализ клеточного цикла опухолевых клеток с помощью проточной цитометрии. Количество погибших клеток определяли с помощью окрашивания аннексином-V и пропидий-иодидом. Экспрессию мРНК TNF в макрофагах оценивали методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени с обратной транскрипцией.

Результаты. Сочетания агонистов NOD1+TLR4 и NOD1+TLR7/8 эффективно индуцировали активность макрофагов против клеток K562, HeLa и HT29. Активность сочетаний агонистов во всех случаях была выше, чем активность отдельно взятых агонистов. Макрофаги, активированные сочетанием агонистов NOD1+TLR4, тормозили пролиферацию опухолевых клеток K562 и усиливали их гибель.

Обсуждение содержит анализ полученных данных и оценку применимости предложенных моделей репрограммирования макрофагов в отношении различных опухолевых клеточных линий.

Заключение. Сочетания агонистов NOD- и Toll-подобных рецепторов эффективно индуцируют активность макрофагов против опухолевых клеточных линий, полученных из диссеминированных и солидных опухолей.

Ключевые слова: макрофаги; противоопухолевый иммунитет; клетки K562; клетки HeLa; клетки HT29; паттерн-распознающие рецепторы; NOD; TLR4; TLR7/8; фактор некроза опухолей; апоптоз; пролиферация; клеточный цикл

Введение

Опухоль-ассоциированные макрофаги (ОАМ) - один из основных компонентов стромы злокачественных опухолей, они могут оказывать разнонаправленное действие на опухолевую прогрессию. Известно, что макрофаги обладают выраженной пластичностью и в зависимости от микроокружения могут дифференцироваться в альтернативно активированные проопухолевые (М2) или в классически активированные противоопухолевые (М1) макрофаги. По умолчанию ОАМ имеют свойства М2-макрофагов, вырабатывают цитокины и ростовые факторы, способствующие росту, инвазии и метастазированию опухолевых клеток. Клинико-патологические исследования показали, что накопление М2-макрофагами в опухолях коррелирует с неблагоприятным клиническим исходом [2]. Так, по данным C. Medrek и соавт., инфильтрация опухоли молочной железы М2-макрофагами обусловливает более высокий индекс пролиферации и в связи с этим более высокую степень злокачественности [3]. В то же время опухоли, имеющие в своем составе ОАМ, лучше реагируют на химиотерапевтические препараты благодаря фенотипическому и функциональному перепрограммированию макрофагов в сторону противоопухолевого (М1) фенотипа [4]. Таким образом, функциональное состояние ОАМ может оказывать существенное влияние на клинический исход онкологического заболевания.

Макрофаги реализуют свою противоопухолевую активность посредством многих механизмов. S. Kalish и соавт. дифференцировали М1-подобную популяцию макрофагов (названную ими М3-макрофагами), используя индукторы М1-перепрограммирования в сочетании с ингибированием факторов транскрипции, отвечающих за формирование М2-фенотипа. Противоопухолевый эффект М3-макрофагов был обусловлен их антипролиферативным действием [5]. Активированные макрофаги также могут индуцировать апоптоз опухолевых клеток в культуре [6].

Ранее мы показали, что активация макрофагов путем сочетанной стимуляции ПРР TLR4 и NOD1 вызывает мощное транскрипционное и метаболическое перепрограммирование макрофагов, а также индуцирует их противоопухолевую активность [1, 7]. Такие макрофаги не обладают всеми характеристиками М1-макрофагов (в частности, они не вырабатывают интерлейкин-12), но эффективно замедляют рост клеток эритромиелоидного лейкоза K562 in vitro. В настоящей работе представлены расширенные данные о противоопухолевой активности макрофагов, активированных сочетаниями агонистов NOD- и Toll-подобных рецепторов, в том числе установлены отдельные механизмы противоопухолевой активности.

Материал и методы

Реактивы. Cинтетические агонисты рецепторов NOD1 (лауроил-D-изоглутамил-мезо-диаминопимелиновая кислота или C12-iE-DAP]) и TLR7/8 (резиквимод или R848), а также природный агонист TLR4 - ультрачистый ЛПС, полученный из E. coli O111:B4, были закуплены у фирмы InvivoGen (США); рекомбинантный человеческий гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор (ГМ-КСФ) - у Sci-Store (Россия); лентивирусные частицы LVT-TagGFP2 - у фирмы "Евроген" (Россия); набор для определения апоптоза Annexin V-FITC/PI Apoptosis Detection Kit A211 - у Vazyme (КНР); пропидий-йодид (PI) - у фирмы Sigmа (США); РНКаза А - у Thermo Scientific (США); набор для иммуноферментного определения фактора некроза опухоли (ФНО) Альфа-ФНО-ИФА-БЕСТ - у фирмы Вектор-Бест (Россия). Полная культуральная среда (ПКС) представляла собой RPMI-1640 (Life Technologies, Великобритания) или DMEM (ПанЭко, Россия) (для суспензионных и адгезионных культур соответственно) с добавлением 2 мМ L-глутамина (Life Technologies) и 10 % фетальной телячьей сыворотки (BioWest, США).

Опухолевые клеточные линии. В качестве мишеней для макрофагов использовали клетки человеческого эритромиелоидного лейкоза линии К562, человеческой эпителиоидной карциномы шейки матки линии HeLa и человеческой колоректальной карциномы линии HT29, несущие ген зеленого флуоресцентного белка (GFP). GFP-экспрессирующие опухолевые клетки были получены путем трансдукции лентивирусом LVT-TagGFP2 с последующей проточной сортировкой GFP⁺-клеток. В отдельных опытах использовали нативные опухолевые GFP^--клетки. Клетки K562 вели на среде RPMI-1640 (Life Technologies) с добавлением 2 мМ L-глутамина (Life Technologies) и 10 % фетальной телячьей сыворотки (Thermo Fisher, США), клетки HeLa и HT29 - на DMEM ("ПанЭко", Россия) с теми же добавками. Клетки пассировали каждые 2-3 сут. Для опыта использовали клетки на 2-е сутки после пересева.

Культивирование макрофагов. Каждый эксперимент повторяли на культурах макрофагов, полученных не менее чем от 3 различных доноров. Венозную кровь получали от здоровых доноров обоих полов в возрасте 20-60 лет. Макрофаги получали путем культивирования моноцитов крови с ГМ-КСФ в течение 6 сут, как было описано ранее [1]. Забор крови одобрен локальным этическим комитетом ФГБУ "ГНЦ "Институт иммунологии" ФМБА России (протокол № 10/2017).

Оценка противоопухолевых свойств макрофагов. Макрофаги трипсинизировали, подсчитывали и помещали в 24-луночные планшеты в количестве 2 · 10⁵ клеток на лунку в полной культуральной среде (ПКС, состав аналогичен среде для клеток K562). Через 24 ч инкубации ПКС полностью отбирали и заменяли на свежую. Далее к макрофагам добавляли: C12-iE-DAP (конечная концентрация - 1 мкг/мл), ЛПС (конечная концентрация - 10 нг/мл), R848 (конечная концентрация - 1 мкг/мл и 5 мкг/мкл), раздельно и в сочетаниях, либо равный объем ПКС. Сразу после внесения агонистов в лунки вносили опухолевые GFP⁺-клетки в количестве 4 · 10³ на лунку (в дальнейшем макрофаги названы эффекторы, опухолевые клетки - мишени, соотношение эффектор : мишень = 50 : 1). Суммарный объем среды в лунках составлял 400 мкл. Контролем служили опухолевые GFP⁺-клетки без макрофагов. Планшеты инкубировали в течение 72 ч в CO₂-инкубаторе (37 °C, 5 % CO₂), после чего оценивали количество живых опухолевых клеток методом проточной цитометрии. Для этого клетки ресуспендировали в имеющемся объеме супернатанта и переносили в цитометрические пробирки. К оставшимся клеткам добавляли трипсин, инкубировали в течение 30 мин в CO₂-инкубаторе, ресуспендировали и переносили в цитометрические пробирки. Во все пробы вносили PI (конечная концентрация - 1 мкг/мл). Пробы записывали на проточном цитометре FACSCalibur (BD Biosciences, США) в течение 120 с на высокой скорости, что соответствует 30 % объема пробы (400 мкл). Постоянство скорости потока контролировали с помощью частиц Flow-Check^TM (Beckman Coulter, США). Живые опухолевые клетки определяли как GFP⁺PI^--события. Пробы с неприлипшими и прилипшими клетками из каждой лунки записывали раздельно, число живых опухолевых клеток в обеих пробах суммировали. Результаты выражали в процентах по отношению к численности живых опухолевых клеток в культурах без макрофагов в том же эксперименте.

Исследование клеточного цикла опухолевых клеток. Во избежание утечки GFP при обработке клеток этанолом, клетки вначале фиксировали 1 % параформальдегидом (5 мин, 4 °C). Далее пермеабилизировали мембраны 70 % этанолом (30 мин, на льду), после чего клетки окрашивали PI (1 мкг/мл) в присутствии РНКазы А (0,2 мг/мл) (15 мин при комнатной температуре). Процент GFP⁺-клеток, находящихся в G₂/M-фазе клеточного цикла, оценивали на проточном цитометре FACSCalibur.

Оценка клеточной гибели. Чтобы предотвратить поглощение погибших клеток макрофагами, использовали 24-луночные трансвелл-планшеты с полупроницаемыми мембранами (диаметр пор - 8 мкм, BD Biosciences, США). Макрофаги (2 · 10⁵), а также агонисты NOD1 и TLR4 помещали в нижние камеры планшетов, клетки К562 (4 · 10³) - в верхние. Клетки K562 в данном эксперименте не несли GFP. Через 72 ч собирали клетки из верхних камер и окрашивали их PI и аннексином-V-FITC в соответствии с инструкцией к набору Annexin V-FITC/PI Apoptosis Detection Kit A211 (Vazyme, КНР). Оценивали процентное содержание опухолевых клеток, окрашивающихся аннексином-V и/или PI.

Исследование экспрессии генов с помощью полимеразной цепной реакции в реальном времени с обратной транскрипцией. Экспрессию гена TNF в макрофагах, стимулированных C12-iE-DAP, ЛПС, R848 раздельно и в сочетаниях анализировали с помощью полимеразной цепной реакции в реальном времени, как описано ранее [8].

Анализ данных. Данные проточной цитометрии обрабатывали в программе FlowJo™ v10 (FlowJo™ Software, США). Для статистического анализа использовали программу GraphPad Prism 6 (GraphPad Software, США). Для множественных сравнений использовали непараметрический тест Фридмана с коррекцией Данна. Данные каждого эксперимента на графике представлены отдельными точками. "Усы" - 25-75-й процентили, линия внутри - медиана.

Результаты

Противоопухолевый ответ макрофагов человека, активированных агонистами NOD1 и TLR4, в отношении клеток HeLa и HT29

Ранее в наших исследованиях было показано, что сокультивирование макрофагов человека (эффекторов) с опухолевыми клетками К562 (мишенями) стимулирует рост последних, тогда как активация макрофагов агонистами NOD1 и TLR4 по отдельности отменяет проопухолевый эффект, а активация сочетанием этих агонистов приводит к 3-кратному снижению количества живых опухолевых клеток [1]. Чтобы оценить применимость полученных данных для других клеточных линий, нами был оценен противоопухолевый эффект макрофагов в отношении адгезионных клеточных линий, полученных из солидных злокачественных опухолей: карциномы шейки матки HeLa и колоректальной карциномы HT29. Использовали те же экспериментальные условия, что и в работе Н.Е. Муругиной и соавт. [1].

При сокультивировании клеток HeLa и HT29 с макрофагами в течение 72 ч как без агонистов, так и в присутствии отдельно взятых агонистов NOD1 или TLR4, наблюдалась тенденция к снижению количества живых опухолевых клеток в культуре (рис. 1А, B). Активация макрофагов сочетанием агонистов NOD1 и TLR4 приводила к достоверному снижению численности клеток HeLa и HT29 по сравнению с контролем [медиана 25 % от контроля для HeLa (см. рис. 1А) и 18,3 % от контроля для HT29 (см. рис. 1В)]. Добавление агонистов NOD1 и TLR4 в чистые культуры опухолевых клеток, не содержащие макрофагов, не оказывало достоверного влияния на количество живых опухолевых клеток при оценке спустя 72 ч (рис. 1Б, Г). Таким образом, сочетание агонистов NOD1 и TLR4 индуцировало выраженную противоопухолевую активность макрофагов по отношению к клеточным линиям, полученным из солидных злокачественных опухолей.

Противоопухолевый ответ макрофагов человека, активированных агонистами рецепторов NOD1 и TLR7/8, в отношении клеточных линий K562, HeLa и HT29

Исходя из логики работы системы врожденного иммунитета, можно предположить, что эффекты агонистов NOD1 и TLR4 не специфичны для этих рецепторов. В связи с этим исследовали противоопухолевую активность макрофагов, активированных агонистом NOD1 в сочетании с агонистом рецепторов TLR7 и TLR8 (R848). Ранее мы показали, что одним из медиаторов противоопухолевого ответа макрофагов против клеток К562 является ФНО [1]. Сочетание агонистов NOD1+TLR7/8 вызывало более выраженную экспрессию мРНК TNF, чем сочетание NOD1+TLR4 (рис. 2); можно ожидать, что сочетание агонистов NOD1+TLR7/8 является не менее мощным стимулятором противоопухолевой активности макрофагов.

При сокультивировании клеток К562 с макрофагами в присутствии агониста TLR7/8 наблюдали тенденцию к снижению количества опухолевых клеток при концентрации R848, равной 1 мкг/мл (рис. 3А). При концентрации R848, равной 5 мкг/мл, обнаружено достоверное снижение количества опухолевых клеток (медиана 44 % от контроля, p < 0,01) (см. рис. 3А). Комбинация агонистов NOD1 и TLR7/8 при любой из двух концентраций R848 вызвала достоверное уменьшение количества опухолевых клеток [для сочетания C12-iE-DAP+R848 (1 мкг/мл): медиана 33 % от контроля, p < 0,01; для сочетания C12-iE-DAP+R848 (5 мкг/мл): медиана 22 % от контроля, p < 0,0001; см. рис. 3А]. Эти результаты сопоставимы или превосходят таковые, полученные при использовании сочетания C12-iE-DAP+ЛПС (медиана 33 % от контроля [1]). Добавление агонистов NOD1 и TLR7/8 в культуры клеток K562, не содержащие макрофагов, не оказывало достоверного влияния на количество живых опухолевых клеток (рис. 3Б).

Для экспериментов с клетками HeLa и HT29 была выбрана концентрация агониста TLR7/8, равная 5 мкг/мл, так как она обусловливала больший противоопухолевый эффект. При сокультивировании клеток HeLa с макрофагами в присутствии агониста TLR7/8 наблюдали тенденцию к снижению количества опухолевых клеток, в то время как в присутствии комбинации агонистов NOD1 и TLR7/8 наблюдалось достоверное уменьшение количества опухолевых клеток (рис. 3В, медиана 37 % от контроля, p < 0,05). При сокультивировании клеток HT29 с макрофагами в присутствии как отдельно взятого агониста TLR7/8, так и сочетания агонистов NOD1 и TLR7/8, наблюдали достоверное снижение числа опухолевых клеток (рис. 3Д, медиана соответственно 18 и 17 % от контроля, p < 0,05 для обоих сравнений). Активность комбинации агонистов NOD1+TLR7/8 в отношении клеток HeLa и HT29 в целом сопоставима с активностью комбинации NOD1+TLR4 (см. рис. 1, 3). Как и в случае с клетками K562, инкубация опухолевых клеток HeLa и HT29 с C12-iE-DAP, R848 и их сочетанием в течение 72 ч не влияла на численность клеток (рис. 3Г, Е).

Эти данные показывают, что сочетанная активация рецепторов NOD1 и TLR7/8, как и сочетанная активация NOD1 и TLR4, индуцирует противоопухолевую активность макрофагов в отношении клеток диссеминированных (К562) и солидных (HeLa, HT29) опухолей.

Макрофаги, активированные сочетанием агонистов NOD1 и TLR4, оказывают антипролиферативное действие на клетки K562

Антипролиферативное действие является одним из механизмов противоопухолевой активности макрофагов, в связи с чем нами был исследован вклад данного механизма на модели макрофагов, активированных агонистами рецепторов NOD1 и TLR4. Был исследован клеточный цикл клеток К562 после их сокультивирования с макрофагами в течение 72 ч в присутствии агонистов NOD1 и TLR4 раздельно и в сочетании (рис. 4А). При сокультивировании клеток К562 с макрофагами без агонистов не выявлено достоверного изменения количества клеток в фазе G₂/M. При добавлении агонистов NOD1 и TLR4 по отдельности была выявлена тенденция к снижению количества делящихся клеток, в то время как сочетанная стимуляция агонистами способствовала достоверному снижению количества клеток, находящихся в фазе G₂/М (медиана 22,7 против 37,5 % для культуры К562 без макрофагов, p < 0,05). Таким образом, макрофаги, активированные сочетанием агонистов рецепторов NOD1 и TLR4, ингибируют пролиферацию клеток К562.

Макрофаги, активированные сочетанием агонистов NOD1 и TLR4, вызывают накопление Annexin-V⁺PI⁺-клеток в культуре клеток K562

Гибель клеток К562 в присутствии макрофагов, активированных сочетанием C12-iE-DAP и ЛПС, оценивали путем окрашивания FITC-меченным аннексином-V и пропидий-иодидом. Поскольку аннексин-V был помечен FITC, использование GFP-трансгенных клеток К562 не представлялось возможным, так как FITC и GFP обладают схожими спектрами эмиссии. Поэтому использовали клетки К562, не меченные GFP, а для разделения опухолевых клеток и макрофагов применяли трансвелл-планшеты с полупроницаемыми мембранами. Использование трансвелл-планшетов позволило избежать фагоцитоза погибших клеток К562 макрофагами. Макрофаги активировали сочетанием агонистов рецепторов NOD1 и TLR4, поскольку для данного сочетания ранее был продемонстрирован достоверный противоопухолевый [1] и антипролиферативный эффект (см. рис. 4А). При культивировании клеток K562 с неактивированными макрофагами число погибших опухолевых клеток (аннексин-V⁺PI⁺) не отличалось от такового в контроле, однако при активации макрофагов сочетанием агонистов это число возрастало в 3,3 раза (p < 0,05, рис. 4Б). Накопления клеток, окрашивающихся только PI или только аннексином-V, не отмечено. Вид гибели опухолевых клеток (апоптоз, некроз, некроптоз и т.д.) нуждается в дальнейшем уточнении, поскольку клетки с двойным окрашиванием аннексин-V⁺PI⁺ возникают на конечном этапе различных видов клеточной гибели.

Обсуждение

Перспективное направление в лечении онкологических заболеваний - активация собственных иммунных резервов организма и воздействие на опухолевое микроокружение, которое включает клетки врожденного и адаптивного иммунитета, способные бороться с опухолью. В частности, перспективной точкой приложения иммунотерапевтических препаратов являются ОАМ как самая многочисленная популяция клеток врожденного иммунитета в ткани опухоли. Макрофаги обладают выраженной пластичностью и в зависимости от микроокружения могут приобретать как про-, так и противоопухолевую активность. Перспективными индукторами противоопухолевой активности макрофагов являются агонисты ПРР и их синергически взаимодействующие комбинации.

Ранее мы показали, что сочетание агонистов ПРР NOD1 и TLR4 эффективно индуцирует противоопухолевую активность макрофагов человека против клеток эритромиелоидного лейкоза K562 in vitro [1]. В настоящем исследовании установлено, что макрофаги, стимулированные этим сочетанием агонистов, обладают активностью и против клеточных линий, полученных из солидных опухолей (см. рис. 1). Кроме того, продемонстрирована сопоставимая противоопухолевая активность макрофагов, обработанных сочетанием агонистов NOD1 и TLR7/8 (см. рис. 3). Эти данные позволяют предположить, что сочетанная стимуляция различных NOD- и Toll-подобных рецепторов индуцирует универсальные эффекторные механизмы макрофагов, направленные на борьбу со злокачественными опухолями. К числу таких механизмов могут относиться ингибирование пролиферации и индукция гибели клеток опухоли (см. рис. 4).

Приобретение опухолевыми клетками резистентности к противоопухолевым препаратам, в том числе таргетным, - серьезная проблема в онкологии. Один из подходов к ее решению - поиск новых способов воздействия на опухоль, базирующихся на различных биологических принципах. Предложенный нами способ индукции противоопухолевой активности макрофагов, основанный на использовании синергически взаимодействующих комбинаций NOD- и Toll-подобных рецепторов, может быть хорошим дополнением к существующим методам лечения злокачественных опухолей и заслуживает дальнейшего изучения в экспериментах in vivo.

Выводы

1. Макрофаги, активированные сочетанием агонистов рецепторов NOD1 и TLR4, подавляют рост клеток HeLa и HT29 in vitro.

2. Сочетания агонистов NOD1+TLR4 и NOD1+TLR7/8 индуцируют схожую противоопухолевую активность макрофагов.

3. Макрофаги, активированные сочетанием агонистов NOD1 и TLR4, реализуют противоопухолевое действие против клеток К562 путем ингибирования их пролиферации и индукции клеточной гибели.

Литература/References

1. Муругина Н.Е., Муругин В.В., Пащенков М.В. Противоопухолевая активность макрофагов человека, активированных агонистами рецепторов NOD1 и TLR4 in vitro. Иммунология. 2022; 43 (5): 548-57. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-5-548-557 [Murugina N.E., Murugin V.V., Pashchenkov M.V. Antitumor activity of macrophages activated by NOD1 and TLR4 receptor agonists in vitro. Immunologiya. 2022; 43 (5): 548-57. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-5-548-557 (in Russian)]

2. Choi J., Gyamfi J., Jang H., Koo J.S. The role of tumor-associated macrophage in breast cancer biology. Histol Histopathol. 2018; 33 (2): 133-45. DOI: https://doi.org/10.14670/HH-11-916

3. Medrek C., Pontén F., Jirström K., Leandersson K. The presence of tumor associated macrophages in tumor stroma as a prognostic marker for breast cancer patients. BMC Cancer. 2012; 12: 306. DOI: https://doi.org/10.1186/1471-2407-12-306

4. Rebelo S.P., Pinto C., Martins T.R., Harrer N., Estrada M.F., Loza-Alvarez P., Cabeçadas J., Alves P.M., Gualda E.J. Sommergruber W., Brito C. 3D-3-culture: A tool to unveil macrophage plasticity in the tumour microenvironment. Biomaterials. 2018; 163: 185-97. DOI: https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2018.02.030

5. Kalish S., Lyamina S., Manukhina E., Malyshev Y., Raetskaya A., Malyshev I. M3 Macrophages Stop Division of Tumor Cells In Vitro and Extend Survival of Mice with Ehrlich Ascites Carcinoma. Med Sci Monit Basic Res. 2017; 23: 8-19. DOI: https://doi.org/10.12659/msmbr.902285

6. Weigert A., Tzieply N., Knethen A. Von, Johann A.M., Schmidt H., Geisslinger G., Brüne B. Tumor cell apoptosis polarizes macrophages role of sphingosine-1-phosphate. Mol Biol Cell. 2007; 18 (10): 3810-19. DOI: https://doi.org/10.1091/mbc.e06-12-1096

7. Budikhina A.S., Murugina N.E., Maximchik P.V., Dagil Y.A., Nikolaeva A.M., Balyasova L.S., Murugin V.V., Selezneva E.M., Pashchenkova Y.G., Chkadua G.Z., Pinegin B.V., Pashenkov M.V. Interplay between NOD1 and TLR4 Receptors in Macrophages: Nonsynergistic Activation of Signaling Pathways Results in Synergistic Induction of Proinflammatory Gene Expression. J Immunol. 2021; 206 (9): 2206-20. DOI: https://doi.org/10.4049/jimmunol.2000692

8. Pashenkov M.V., Balyasova L.S., Dagil Y.A., Pinegin B.V. The Role of the p38-MNK-eIF4E Signaling Axis in TNF Production Downstream of the NOD1 Receptor. J Immunol. 2017; 198 (4): 1638-48. DOI: https://doi.org/10.4049/JIMMUNOL.1600467

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)